失血性休克实验设计

家兔失血性休克 【实验目的】 1. 了解家兔失血性休克模型的复制方法。 2. 观察休克不同时期呼吸的改变、微循环的改变和血液动力学的改变。 3. 掌握家兔麻醉、颈动静脉插管、气管插管、肠系膜微循环观察与放血的方法。 4. 掌握输尿管插管技术。 【实验原理】 动脉放血使循环血量减少，当少量失血时，有效循环血量减少可通过机体的一系列代偿措施（包括微循环的灌流量明显减少），使血压不出现明显的降低。但当快速失血量超过30%或大量失血时，有效循环血量急剧减少，超出机体的代偿能力，引起心输出量减少，血压降低和微循环严重和长时间缺血与缺氧，引起休克。 不同休克代偿阶段的临床表现及代偿机制如下图： 表二 休克进展期临床表现和机制 表三 休克晚期临床表现及机制 【实验动物】 家兔，1只，1.5~2.0kg 【药品与器材】 25％乌拉坦溶液，25％葡萄糖溶液，0.9％生理盐水，0.7%肝素。 兔手术台，电子称，微循环生物信号处理系统，手术器械一套，动脉插管，气管插管，5m1、20 ml、50ml注射器各2支。 【观察指标】 一般指标：皮肤黏膜状态、一般状态 血流动力学指标：血压、心率、脉压差 呼吸系统观察指标：呼吸频率、深度、节律 肠系膜微循环观察指标：血管口径、血液流速、毛细血管开放、细胞流态、白细胞粘附 【实验内容】 1. 家兔捉拿，称重。 2. 麻醉：耳缘静脉缓慢注射25％乌拉坦溶液（以4ml/kg体重计算麻醉剂总量），作全身麻醉。注射速度应缓慢，同时密切观察家兔的肌张力和反射等的变化估计合适的麻醉剂用量。一般地说，当出现耳朵下垂，角膜反射明显迟钝或消失，四肢瘫软时，即可停用麻醉剂。 3. 动物固定 将动物仰卧固定于兔手术台上，颈前部和腹部等手术部位剪毛备皮。 4. 气管插管 颈部剪毛，正中切口，切口长约5－7cm，逐层钝性分离组织，暴露出气管并在其下穿一根粗结扎线，在气管上剪一“⊥”形切口，插入气管插管并结扎固定。 5. 动脉插管：钝性分离出双侧颈总动脉，分别插入动脉插管。其一侧插管与生物信号处理系统的压力换能器相连接；另一侧的动脉插管与放血装置相连接，备放血和回收血液之用。 6. 输尿管插管：在耻骨联合越0.5cm处，沿腹白线切开腹壁肌肉层组织，切勿损伤腹内器官。寻找膀胱，将其翻出，辨清分离输尿管，钝性分离进行插管。 7. 微循环标本制备：（1）在腹部剑突与耻骨之间的中央，沿腹白线作长约10cm的正中切口，打开腹腔。 （2）将曲臂显微镜移至切口最近处，固定曲臂，并在微循环观察水槽内注入加温的生理盐水。 （3）选一段游离度较大的小肠袢（常在左上腹部易于找见），轻轻将其拉出，放在微循环观察水槽内。 （4）打开光源调节钮，调整光亮度，在4倍物镜下，选择微循环血管丰富，血流情况良好，并能观察清晰的部位后，用盖板固定肠系膜（注意肠系膜不可北过度牵拉或受压）。 8. 肝素化 经耳缘静脉注射2～3ml 0.7％肝素溶液，使之达到全身肝素化。 9. 放血引起失血性休克 （1）第1次放血 ①由颈动脉缓慢放血（<2ml/min），观察平均血压降至原水平的2/3时，停止放血，记录失血量和失血时间。然后，再稳定观察3 min，记录体征和各种指标的变化，观察微循环的血流变化，以及机体是否出现代偿性变化。 ② 代偿变化观察结束后将放出并存放于50ml注射器中的血液，经颈动脉缓慢回输，观察记录以上各项指标。 （2）第2次放血 由颈动脉快速放血，当平均血压降至原水平的2/3时，停止放血，记录失血量和失血时间，然后稳定观察3min，记录各项指标和微循环变化，再重复操作上述②的工作。 （3）第3次放血 由颈动脉快速放血，当收缩压降至原水平的1/3时，停止放血，记录失血量和失血时间，然后稳定观察3min，记录各项指标和微循环变化②的工作。 （4）第4次放血 再次由颈动脉快速放血，使收缩压降至2.6～0kPa时，记录失血量和失血时间，以及各项指标变化。 【实验结果记录】 失血性休克实验指标的测定记录表 血量(ml) 血压(mmHg) 呼吸(次/min) 微循环 尿量（滴/分） 放 血 前 第1次 放血 维持 回输血 放 血 前 第2次 放血 维持 回输血 放 血 前 第3次 放血 维持 回输血 放 血 前 第4次 放血 维持 回输血 血压进行性下降 意识模糊、昏迷 多脏器功能衰竭 内环境紊乱 损伤性细胞因子 大量生成 贫血 黄疸 组织细胞酸中毒、ATP生成减少 多发性皮下瘀点、斑，多脏器出血 有效循环血量显著减少 微血管性溶血 组织细胞缺氧 凝血因子消耗、继发性先容系统激活 微血管淤血加重、毛细血管关闭损伤 血管反应性降低、DIC 表一 休克代偿期的临床表现和代偿机制 微血管淤血加重、毛细血管关闭损伤