樱花花柄的组织培养

樱花花柄的组织培养 安徽农业科学,J?1al'_IfAr山A.5ci.20O6.34(221:58.39—584l责任编辑刘月娟责 任校对孙能森 樱花花柄的组织培养 王文房,李修岭(临洲币范学院生命科学院,山东临沂276005) 摘要在(卜RA和NAA2种激素配比诱导下,对樱花花柄进行组织培养,得到了最适 合樱花花柄形成愈伤组织的激素浓度配比结果表 明,在Ms培养基中添加3.O,4.0mg/LNAA和1.0,2.0mg/L6-BA最适合樱花花柄 形成愈伤组织. 关键词樱花;组织培养;Ms培养基;愈伤组织 中图分类号Q943.1文献标识码A文章编号0517—66l1(2()()6)22—5839—03 TissueCultureofOmamentalCherries'Flowerstems WANGWen-fangetal(Collegeof? scie*me,LinyiNonmlUniversity,Liuyi,Sh~ldong276t./35) Abstract3hefavoritehormoneCOU(:entrationmatchingtbrleading")thecallus'lfthe0n1aI nencherries'flowerstemswasstudledbydoingfileexperi— meritscIftissuecIllture.3heresultsshowocltheextentofthefawtehormoneconcentrationma tchingfnrleadingtothec:a】lusofdorllanlontalcherrles' flowerstemsWeNAAbetween3.0n~-/L一4.0mg/L?d6一 BAbetween1.0mg/Land2.0uc/LiUtheMSmedia. KeywordsOrnamentalcherry:Tissueculture:Callus 樱花为蔷薇科李属观赏乔木,原产于我国长江流域,东 北,华北及日本都有分布,喜深厚,肥沃且排水良好的土壤, 喜光和稍湿润的环境.变种和品种较多,有重瓣樱花,湖北 樱花(花小,单瓣,白色),日本晚樱(粉红色花,有香味),llJ樱 花(野生,单瓣,白或粉红),垂枝樱等.在我南北各地城市 园林中应用广泛.近几年来,随着人们对生活居住环境要求 的不断提高,名贵樱花走俏市场.长期以来樱花繁殖一直采 用传统的嫁接法.多代无性繁殖常引起品种退化,同时使植 株生活力和抗逆性下降,花形,花色劣变,甚至能正常歼 化20世纪6o年代以来,组织培养快繁技术广泛应用于仡 卉栽培,遗传育种,快速繁殖,种苗脱毒等领域,而且集中体 现在离体无性系的繁殖,胚胎培养,花粉和花药培养,原生质 体培养和体细胞杂交,薄层细胞培养,试管受精及试管微体 嫁接等方.该技术在种质资源保存与交换方面展现出广 阔的应用前景. 1材料与方法 1.1试验材料供试花柄取自临沂师范学院校内行道两旁 正值盛开的樱花. 1.2培养基配方Ms基本培养基+6一BA+NAA,激素浓度 见表1.培养摹中加8.0g/I琼脂,诱导培养基附加3OL蔗 糖,生根培养基附加15g/L蔗糖,pH值调至5.8. 表1培养基激素浓度uL 作者简介王文房(1961一),男,山东日照人,副教授,从事资源植物学 方面的研究. 收稿日期2006.o8.20 1.3培养条件植物人工气候培养箱,培养温度(25?1), 光照强度2000lx,光照14h/d. 1.4试验方法 1.4.1外植体的选取与初步处理.取已开放或含苞樱花花 柄,用花用剪刀从基部剪掉,留下整个花柄.将花柄放在自 来水下冲洗12h,以冲洗掉大的土壤颗粒.然后,将材料置于 小烧杯中,移至超净工作台上进行表面消毒及接种处理. 1.4.2消毒.用95%酒精灭菌20—30s,屯即用无菌水冲 洗,用0.1%ngCl2溶液灭菌6—8mln,用无菌水冲洗3—5次. 1.4.3接种处理.在无菌操作台上放一张无菌纸,将l已消 毒的材料切成O.4,0.5cln长的小段,与消毒剂接触过的切 面在转移到无菌培养基前应切去.然后,依次接入不同浓度 激素的培养基中,每个处理接lO瓶,每瓶4株.在操作-l}I严 禁用手触动材料.最后,放入无菌培养室中培养,3d后开始 观察,统计结果. 2结果与分析 2.1激素浓度对愈伤组织形成的影响从表2可以看出, 培养3周后第7,8,93个激素浓度的培养基出愈率达95%以 上,愈伤组织生长状况良好,而这3个浓度梯度中2种激素 (NAA+6-BA)的比例是3.O:2.0,3.5:1.5,4.0:1.0,说明这3 种激素配比最适合樱花花柄愈伤组织的形成(图1,7). 表2愈伤组织出愈率率与激素浓度梯度的关系 2.2培养时间对愈伤组织形成的影响从表3可以看出,7, 8,9这3种梯度培养基在培养3d后就有胚状愈伤组织形成, 5840安徽农业科学2006盎 图11号培养基愈伤组织生长情况 图25号培养基愈伤组织生长情况 而其他未见愈伤组织;这3种培养基中的愈伤组织生长速度 较陕,3周后几乎全部形成愈伤组织,而其他浓度的培养基虽 也有愈伤组织形成,但出愈数量较少,且生长速度轻陧. 2.3愈伤组织分化成再生苗将外植体生成的愈伤组织 图36号培养基愈伤组织生长情况 图47号培养基愈伤组织生长情况 细胞团转接到含有不同浓度组合的丛芽培养基上.结果表 明.以6.BA3.5mg/L+NAAO.5mg/L的效果最佳.14d后2 种外植体愈伤组织细胞团大部分都能够分化出绿色芽点, 且最终生成再生苗. 表3愈伤组织生长情况与培养时间的关系 3讨论 NAA是生长素类植物激素.在组织培养中,生长素常 被用来诱导细胞的分裂和根的分化,在配合使用一定量的 细胞分裂素的作用下,可诱导不定芽的分化.侧芽的萌发 与牛长以及在某植物诱导胚状体产生时必须使用生长 素.而6-BA是细胞分裂素类植物激素.它主要影响细胞 分裂,顶端优势的变化和茎芽的分化.在培养基中加入细 胞分裂素主要是为了促进愈伤组织或器官上分化不定芽. 4.0mg/LN从和1.0, 结果表明,在Ms培养基中添加3.0, 2.0mg/L6-BA时,樱花花柄易于形成愈伤组织,出愈率几乎 为100%,培养时间也较短. 在试验过程中,外植体的褐变现象和污染是植物组织 培养中的常见现象,尤以木本植物组织培养中褐变现象最 为严重.褐变主要发生在外植体,在植物愈伤组织的继代, 悬浮细胞培养以及原生质体的分离与培养时也时常发生. 一 般认为这是由于多酚氧化酶(PPO)被氧化成醌类物质,并 抑制许多酶的活性,从而影响植物材料的正常生长,严重时 可导致培养物死亡.但是在樱花花柄的组织培养中,未见 有褐变现象发生. 试验过程中的污染包括以下方面的原因:?外植体灭 34巷22期王文房等樱花花柄的组织培养5841 图59号培养基愈伤组织生长情况 图610号培养基愈伤组织生长情况 图7ll号培养基愈伤组织生长情况 菌不彻底.在外植体灭菌的过程中,由于灭菌时间过短或 灭菌时由于外植体某些部位不容易灭菌,而导致植株污染. ?植物组织中普遍存在内生菌.当植物组织进行离体培养 时,这些内生菌就会产生污染.表而细菌引起的污染通常 在2—3d就能在外植体周同或培养摹表面形成明显的如水 污状,油污状,气泡或干缩的红,黄,乳白等颜色的菌落.而 若在外植体培养后35d内并未发现菌落,则可能是由内 生细菌引起的污染.这种污染一般易避免,但是在用O. 1%Hgcl2溶液灭菌的过程中,应尽量彻底杀死植物组织内 的内生菌(一般为孢子).?转接过程中的污染.在转接过 程中,由于实验操作台或实验器具(镊子,剪刀等)灭菌不彻 底,导致转接外植体的污染.所以在搂种前,应首先对实验 室内用紫外灯灭菌一段时间,实验台提前通风,_T作人员用 肥皂彻底清洗双手,并用酒精灭菌,实验器具彻底灭菌,并 在使用过程中及时火菌.?培养基灭菌不彻底.培养基灭 菌后不应立即使用,而应放在无菌培养室fI培养34d,如 未发现污染,方可使用. 参考文献 [1]利容千,王明全.植物组织培养简明教程[M].武汉:武汉大学出版社, 20()4:36—51. 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