蛛网膜下腔出血后所致脑血管痉挛的发生机制

国外医学脑血管疾病分册 2001年 11月 第 9卷第 6期 综述 蛛网膜下腔出血所致脑血管痉挛的发生机制 张良文 吴承远 朱树干 摘要 蛛网膜下腔出血所致脑血管痉挛的发生机制众说纷纭,文章从分子生物学角度重点阐述了与之相 关的血管活性物质 微循环以及某些相关基因的研究进展 关键词 蛛网膜下腔出血;脑血管痉挛;病理生理学 蛛网膜下腔出血(SAH)是最常见的脑血管意外 之一,而脑血管痉挛作为其严重和常见的并发症,是 影响患者生存率及生存质量的重要因素 在 20 世 纪中,人们对 SAH 所致脑血管痉挛的发生机制进行 了大量的研究,但迄今尚未完全阐明 随着分子生物 学技术的发展,对其发生机制的研究取得了一些进 展,特别是与之相关的血管活性物质 微循环以及相 关基因的研究有了一些新的发现 1 血管活性物质 1.1 溶血产物 既往研究发现,高分子溶血产物氧合血红蛋白是 引起脑血管痉挛最初始的关键因素 其机制可能是 通过脂质过氧化反应产生氧自由基,诱导内皮素产生, 与一氧化氮(NO)结合阻止 NO的血管舒张作用,以及 其分解产物胆红素的致痉作用 低分子溶血产物 ATP可能通过 P2 受体介导的钙离子通道使平滑肌 细胞内钙离子增加,血管收缩 长时间将大鼠股动脉 置入富含ATP的组织液中能引起血管痉挛,支持这一 假说 然而,有些体内和体外实验却得出了相反的结 果,无论血管内外给予ATP,首先引起血管的短暂收缩, 继而是较长时间的舒张,这可能是血管释放内皮衍生 舒张因子(EDRF)所致 目前的研究明,溶血产物作 用可能主要发生在脑血管痉挛的早期并作为启动因 子,导致了迟发性脑血管痉挛的发生 Stoodley 等[1]对猴 SAH 的研究发现,SAH 后 3 天内清除蛛网膜下腔血凝块,可解除血块清除 4 天 以后的血管痉挛,而对解除 2 天以后的血管痉挛无 效 如果在 SAH发生 5天后清除血凝块,则不能改 变血管痉挛的进程 实验证明,血管痉挛由 SAH 后 3天内血凝块释放的血管收缩物质引起的,而 5天后 的血管痉挛与血凝块中血管收缩物质的存在无关 研究还发现,血凝块中的 ATP与血管痉挛无关,因为 血凝块中的 ATP在 SAH后 1天就已降至很低水平, 而致痉因子至少存在 3天才可引起血管痉挛 Nakashima等[2]在SAH患者脑脊液中发现了一种 可提高血管平滑肌细胞内 Ca2+水平的蛋白,他们怀疑 是转铁蛋白 据报道,转铁蛋白可增加B 和 T淋巴细 胞内钙离子的含量,但其在脑血管中的作用有待研究 1.2 内皮依赖性血管活性因子 1.2.1 EDRF NO NO从内皮细胞释放后进入邻近的平滑肌细 胞,激活可溶性鸟苷酸环化酶(GC),GC 产生环鸟苷酸 (cGMP),激活细胞内钙泵使游离钙进入细胞,并使平 滑肌舒张 SAH 后溶血产物氧合血红蛋白可结合 NO,NO的减少使GC失活,继而导致血管收缩 此机 制已被大量的实验和临床研究证实 血管内应用NO 的底物L-精氨酸可引起血管舒张和脑血管流量增加; 狗脑池内注入 L-精氨酸可减轻基底动脉的痉挛;SAH 后血管壁内作为具有生物活性 NO 的第二信使 cGMP 减少;颈内动脉给予 NO可逆转或预防脑血管 痉挛 但也有实验发现,经静脉给予 SAH的猴 L-精 氨酸,脑血流增加,但脑血管痉挛无明显缓解[3] 前列腺素衍生物 细胞内钙离子升高可激活环 氧合酶,激活前列腺素产物的产生 前列腺素衍生物 激活钾离子通道,或者如前列环素可激活腺苷环化 酶使血管舒张 而 SAH 后氧自由基可破坏血管内 皮细胞,使前列腺素(PG)产生减少并使 PG 失活和 血管收缩 内皮源性超极化因子 (endothelium-derived hyperpolarizing factor, EDHF) 尽管尚未得到证 实,EDHF 可能是细胞色素 P450途径的产物,使细胞 超极化,钙离子外流,血管舒张 新近发现,内皮细胞 释放的钾离子本身就是一种 EDHF,可引起血管舒 张 前列环素可激活腺苷环化酶,使钾离子通道激活, 血管舒张,而 SAH后钾通道活性是下降的[4] 1.2.2 内皮衍化收缩因子(EDCF) 内皮素(ET)是迄今发现的最强的血管收缩物质, 其血管收缩作用是血管紧张素 的 10倍 SAH后 ET 参与脑血管痉挛,其机制可能是 (1)激活蛋白激 酶C(PKC);(2)激活GC使 cGMP升高;(3)抑制腺苷酸 环化酶使 cAMP 降低 在血浆和脑脊液中,ET 浓度 及 ET受体拮抗剂对脑血管痉挛是否具有治疗作用,作者单位 250012 济南,山东大学齐鲁医院神经外科 国外医学脑血管疾病分册 2001年 11月 第 9卷第 6期 文献报道并不一致 较早的文献多报道 SAH 后血 浆及脑脊液中 ET含量升高,并与脑血管痉挛程度相 关,但近几年出现了一些相反的实验结果 Pluta等[5] 未能发现 SAH 患者脑脊液和血浆内皮素升高 有 动物实验发现,氧合血红蛋白抑制了大鼠星形细胞 和培养的人内皮细胞 ET 的产生 尽管 SAH后 ET 受体表达增加,但对猴子的实验研究发现,受体结合 ET 并不增加 其原因可能是 (1)所用动物模型和 方法不同;(2)样本不够大 而 SAH脑缺血后,星形细 胞释放 ET 到 CSF中,ET 浓度升高,因此 ET 也可解 释为脑缺血的结果而不是脑血管痉挛的致病因素 1.3 非内皮依赖性血管活性肽 1.3.1 降钙素基因相关肽(CGRP) CGRP 是由 37 个氨基酸残基组成的生物活性 肽,具有强烈的舒张血管作用,其作用不依赖于内皮 细胞的完整性,去除内皮细胞后舒张作用仍然存在 SAH 后经脑池或静脉内注入 CGRP 可使痉挛血管 舒张,其机制可能包括 (1)细胞内 cAMP 的介导作 用;(2)激活血管平滑肌细胞 K+-ATP 通道;(3)降低细 胞内钙离子水平;(4)直接舒张血管平滑肌 1.3.2 神经肽 Y(NPY) 肽能神经元及其突起与局部脑动脉联系紧密, 可引起强烈而持久的血管收缩,其作用不依赖于内 皮细胞 NPY与 Y1受体结合后使腺苷酸环化酶抑 制,cAMP 下降使血管收缩;应用 NPY 后,使平滑肌 细胞去极化,Ca2+内流,血管收缩 1.4 血管活性物质的共同作用途径 动物实验和临床试验均发现,SAH 后脑血管痉 挛呈双相性,最初的 1~3 天为急性期,然后是迟发性 脑血管痉挛期 目前的研究认为,两期血管痉挛的机 制不同,急性期可能主要由 Ca2+参与,而迟发期可能 主要由 PKC介导,无 Ca2+参与 许多已知的血管活 性物质就是通过激活各种 Ca2+通道,使 Ca2+内流并 与其受体钙调素(CaM)结合的 后者激活轻链肌球 蛋白激酶(MLCK),使轻链肌球蛋白(MLC)19位丝氨 酸发生磷酸化,肌球蛋白 ATP酶活性增加,从而与肌 动蛋白结合使血管平滑肌收缩,为早期脑血管痉挛 发生的机制;SAH 后二酰甘油(DG)的持续增加激活 PKC,使肌动蛋白细肌丝相关蛋白,如 caldesmon 和 calponin 磷酸化,同时增加肌球蛋白 ATP 酶活性,维 持血管痉挛,即迟发性脑血管痉挛 2 脑血管痉挛的微循环研究 2.1 流体切应力 正常生理条件下,血管切应力调节血管直径,影 响血管内皮细胞的形态,也影响其功能 流体切应力 通过对血管内皮细胞的影响使脑血管痉挛过程变 得复杂,如使一氧化氮合酶(NOS) mRNA及 NO 生 成增加;低切应力增加 ET-1 mRNA 及蛋白的表达, 高切应力则相反;前列环素在流体切应力作用下生 成增加;流体切应力可激活张力牵拉钙离子通道,产 生钙离子内流 迟发性脑血管痉挛在多大程度上与 血管切应力相关仍不能确定 但血管痉挛时收缩的 血管早期对罂粟碱敏感,然后是不敏感期,支持在迟 发性脑血管痉挛中存在血管重塑 痉挛血管的收缩 性与能导致血管舒张的血管壁切应力升高是相关 的 ,血管痉挛的缓解可能是两者平衡的结果 Stoodley 等[1]对猴 SAH 的实验研究发现,无论是否 清除蛛网膜下腔血凝块,动脉都有正常收缩性,但顺 应性下降,说明血管发生了适应性改变 血管痉挛期 间平滑肌细胞受损使血管舒张功能障碍,直到内皮 细胞功能恢复,血管痉挛才得以缓解 2.2 SAH时微血管灌注 尽管微循环对脑缺血再灌注损害的重要性已为 人们所熟知,但其对脑血管痉挛的作用尚不明确 早期 微血管功能受抑制的表现是下丘脑和脑干碳利用减 少,起先解释为血管兴奋性改变的原因,后来发现氧合 血红蛋白在体内和体外实验均可引起小动脉收缩,提 示微血管可能是 SAH 影响的靶目标 微循环功能减 弱的最先发现是 SAH时白细胞的活化,可导致微血管 堵塞和血脑屏障破坏并继发脑水肿 部分 SAH 患者 出现脑血流和脑组织血灌注量减少而未发现脑血管 痉挛,其原因可能是 SAH利用脑内众多嘌呤和嘧啶受 体及细胞内不同的信号途径,影响微循环及其调节机 制,使微血管自身发生了分子机制改变[6] 2.3 传导的血管反应 临床上发现,SAH 后痉挛的血管大都与血凝块 的部位相邻,但有时也会出现远处脑血管痉挛,甚至 出现对侧大脑半球血管痉挛和脑缺血,其发生机制不 明 Herz 等[7]最先发现局部软脑膜血管出血不仅导 致局部血管收缩,也使远处血管收缩 Kajita等[8]发现, 随血管分支减弱的可传导血管运动反应 ,证实了 SAH 可影响微循环调节机制 Ohkuma 等[9]发现,脑 实质微血管在不直接接触血块时发生急性和迟发性 血管痉挛 研究人员还发现,SAH后皮质发生广泛传 导的去极化波 去极化可增加细胞外钾离子浓度,导 致脑充血 但由于 NO 清除剂血红蛋白的存在,增高 的钾离子导致可传导血管收缩而不是扩张 因此,红 细胞分解产物血红蛋白和钾离子通过引起SAH后可 传导的脑血管痉挛而出现迟发性脑缺血,血管收缩与 舒张均可传导 这可解释无或仅有轻微脑血管痉挛 的患者为何会出现较大的脑缺血半暗带 3 脑血管痉挛的基因研究 3.1 基因的导入或敲除 随着重组 DNA技术的发展,实验发现正常脑动 国外医学脑血管疾病分册 2001年 11月 第 9卷第 6期 脉血管外膜内皮细胞型 NOS(eNOS)基因表达可以 调节血管紧张度,人们进而对实验性 SAH 动物脑动 脉的 eNOS基因表达进行了研究 Onoue等[10]在狗 SAH第 7天取基底动脉,在 MEM培养基中孵育,将 携带 eNOS 基因(AdCMVeNOS)和 -半乳糖苷酶基 因(AdCMV -Gal)编码的重组腺病毒导入,发现经 转导 AdCMVeNOS 后,由缓激肽诱导的血管扩张在 正常和 SAH 动脉均增强,而经转导 AdCMV -Gal 后不增强 痉挛动脉 eNOS基因表达可产生 NO,从 而缓解了因NO减少引起的脑血管痉挛 Stoodley[11] 等建立了狗两次出血的 SAH模型,在第一次注血后 立即将载有 eNOS 基因的腺病毒注入蛛网膜下腔, 第 7 天行血管造影,对照组与对照组脑血管痉挛程 度无明显差异 向蛛网膜下腔注入 NO前体 L-精氨 酸,再行脑血管造影,发现对照组脑血管扩张明显 处死动物后在软脑膜上检测到 eNOS mRNA 而脑 缺血动物实验发现[12],敲除神经元型(nNOS)和诱导 型 NOS(iNOS)基因大鼠的缺血灶发展成的梗死灶, 比未敲除者显著缩小,这说明 iNOS 和 nNOS产生 的大量 NO 有细胞毒性,可损害组织,因此应用 NO 供体或增加 eNOS活性,同时选择性地抑制 nNOS和 iNOS是一种较好的治疗措施 目前 iNOS抑制剂氨 基胍已应用于临床治疗脑缺血 但有趣的是,有人在 狗 SAH第 8天脑池内给予脂多糖,可激发 iNOS基 因表达,对轻度脑血管痉挛治疗有效 3.2 mRNA的调控 反义oligo-DNA体外实验可有效地用于 DNA 功 能,可以在转录 RNA 复制 移位 翻译过程中 与靶点互补序列结合 ,从而减少特异基因的表达 Onoda等[13]在大鼠SAH实验中将大 ET-1前体mRNA 反义 oligo-DNA注入蛛网膜下腔,注入 20分钟后能使 ET-1 所致血管痉挛发展明显减弱 他们还发现,基底 动脉内膜没有炎症细胞浸润,内皮细胞呈梭型且紧密 排列成一层 而对照组则内皮细胞变形且有炎症细胞 浸润 Ohkuma等[14]在狗 SAH 中进行了相似的实验, 加用了溶解纤维蛋白药,发现血凝块消除后可使反义 oligo-DNA与血管接触面更广泛,效果更好 通过重组 DNA技术可使基因精确转导到血管上,清除血凝块就 更为重要了 为维持 oligo-DNA的完整性及在相当时 间的稳定性,不被分解是非常重要的 3.3 基因的激活 许多应激条件下,特别是脑缺血时,可有基因激 活,如同直接早期基因的激活;此外还有应激蛋白,如 热休克蛋白的表达 Matz等[15]发现,SAH后血红素 加氧酶-1(HO-1)增加,但 HO-2 和另一种相关蛋白 HSP70 不变 最近他们在略有不同的 SAH 血管床 上发现了 HSP70,这说明 SAH可诱导应激基因的活 化和应激蛋白的表达 兔实验性 SAH发现,蛛网膜 下腔内注入纯化血红蛋白后,HO-1 很快就出现在脑 室周围和表层脑皮质,24 小时后 HO-1 分布全脑 ET 氧合血红蛋白及溶血产物等均可导致显著的脑 血管痉挛,但 ET 组未出现 HO-1,说明血红素本身诱 导了此过程 实验还发现,溶血产生的脂质过氧化物 是 HO-1的诱因 他们认为,蛛网膜下腔的大量血红 素被脑的小胶质细胞选择性吸收,然后通过激活 HO-1 启动基因上的血红素或铁敏感位点诱导了 HO-1的表达 HO-1的诱导是保护性机制,能从蛛网 膜下腔清除血红素,但现在仍不清楚 SAH 或脑血管 痉挛何者导致了应激蛋白的出现 而局部应激基因 的表达可用来评价 SAH治疗药物的疗效[16,17] 参考文献 1 Stoodley M, MacDonald RL, Weir B, et al. Subarachnoid hemorrhage as a cause of an adaptive response in cerebral arteries. J Neurosurg, 2000, 93(3): 463-470. 2 Nakashima T, Takenaka K, Fukazawa S, et al. Purification of a factor from CSF in patient after SAH which induces the cytosolic free calcium elevation in vascular smooth muscle cells. Neurol Res, 1997, 19(1): 51-56. 3 Pluta RM, Afshar JK, Thompson BG, et al. Increased cerebral blood flow but no reversal or prevention of vasospasm in response to L-arginine infusion after subarachnoid hemorrhage. J Neurosurg, 2000, 92(1): 121-126. 4 Dietrich HH, Dacey RG. Molecular keys to the problems of cerebral vasospasm. Neurosurgery, 2000, 46(3): 517-530. 5 Pluta RM, Afshar JK, Boock RJ, et al. Temporal changes in perivascular concentrations of oxyhemoglobin, deoxyhemoglobin, and methemoglobin after subarachnoid hemorrhage. J Neurosurg, 1998, 88(3): 557-561. 6 Kawamura S, Sayama I, Yasui N, et al. Sequential changes in cerebral blood flow and metabolism in patients with subarachnoid haemorrhage. Acta Neurochir (Wien), 1992, 114(1-2): 12-15. 7 Herz DA, Baez S, Shulman K. Pial microcirculation in subarachnoid hemorrhage. Stroke, 1975, 6(4): 417-424. 8 Kajita Y, Dietrich HH, Dacey RG. Effects of oxyhemoglobin on local and propagated vasodilatory responses induced by adenosine, adenosine diphosphate, and adenosine triphosphate in rat cerebral arterioles. J Neurosurg, 1996, 85(5): 908-916. 9 Ohkuma H, Itoh K, Shibata S, et al. Morphological changes of intraparenchymal arterioles after experimental subarachnoid hemorrhage in dogs. Neurosurgery, 1997, 41(1): 230-236. 10 Onoue H, Tsutsui M, Smith L, et al. Expression and function of recombinant endothelial nitric oxide synthase gene in canine basilar artery after experimental subarachnoid hemorrhage. Stroke, 1998, 29(9): 1959-1966. 11 Stoodley M, Weihl CC, Zhang ZD, et al. Effect of adenovirus-mediated nitric oxide synthase gene transfer on vasospasm after experimental subarachnoid hemo rrhage. Neurosurgery, 2000, 46(5): 1193-1203. 12 O'Mahony D, Kendall MJ. Nitric oxide in acute ischaemic stroke: a target for neuroprotection. J Neurol Neurosurg Psychiatry, 1999, 67(1): 1-3. 13 Onoda K, Ono S, Ogihara K, et al. Inhibition of vascular contraction by intracisternal administration of preproendothelin-1 mRNA antisense oligoDNA in a rat experimental vasospasm model. J Neurosurg, 1996, 85(5): 846-852. 14 Ohkuma H, Parney I, Megyesi J, et al. Antisense preproendothelin-oligo DNA therapy for vasospasm in a canine model of subarachnoid hemorrhage. J Neurosurg, 1999, 90(6): 1105-1114. 15 Matz P, Weinstein P, States B, et al. Subarachnoid injections of lysed blood induce the hsp70 stress gene and produce DNA fragmentation in focal areas of the rat brain. Stroke, 1996, 27(3): 504-513. 16 Massa SM, Swanson RA, Sharp FR. The stress gene response in brain. Cerebrovasc Brain Metab Rev, 1996, 8(2): 95-158. 17 Kuroki M, Kanamaru K, Suzuki H, et al. Effect of vasospam on heme oxyenases in a rat model of subarachnoid hemorrage. Stroke,1998, 29(3): 683-689. (收稿 2001-03-01 修回 2001-04-23)