沙眼衣原体

沙眼衣原体血清型D中色氨酸合成调控的分子机制 色氨酸是一种对于衣原体的正常生长所必需的氨基酸，而且其代谢与衣原体的持久感染性和组织噬性有关。并不是所有的衣原体都能够自行合成色氨酸，仅仅是拥有trpR基因的同源片段的衣原体才能做到这一点。目前已知，trpR是在许多革兰氏阴性菌中存在的色氨酸代谢的调控基因（图1）。 对于大肠杆菌，色氨酸的生物合成由一个阻遏蛋白TrpR来调节，色氨酸自身则作为共阻遏物[1]。色氨酸的作用是引起TrpR上面的螺旋-转角-螺旋结构DNA结合结构域的构象变化，从而使TrpR二聚体可以结合到trp操纵子上游的操纵基因上，从而抑制转录[2]。相反，在色氨酸浓度很低的情况下，TrpR不能与操纵基因结合，trp结构基因的表达就会上调。这种机制可以使细菌对细胞外的色氨酸水平做出应答。 图1. 大肠杆菌的Trp操纵子结构 与在细菌中不同，在沙眼衣原体血清型D中，trpR调控的是trpA和trpB两个编码色氨酸合酶的不同亚基的基因（图2）。这三个基因构成了由RNA聚合酶的核心酶转录的操纵子，其中trpR编码可以结合到trpRBA操纵子上游的调控基因上的阻遏蛋白。阻遏的水平则由阻遏蛋白和色氨酸的浓度决定。 图2. 沙眼衣原体血清型D的色氨酸合成相关基因 被感染的宿主细胞依靠释放干扰素-γ来激活吲哚胺-2,3-双加氧酶，这种酶会降解细胞内的色氨酸，从而抑制衣原体的生长和复制[3]。在这时的组织培养物中，沙眼衣原体的基因表达出现异常[4，5，6，7]，其中重要的一点是色氨酸合成基因的转录的上调，从而作为一种对低色氨酸水平的补偿性的应答，进而导致为期数月的持续感染期的出现。 在某些衣原体中，已经发现了trpR的同源片段，暗示这一机制也被这些衣原体采用（图3）。令人感兴趣的是，只有包含trpR的衣原体才拥有色氨酸生物合成的组件[8，9]。在沙眼衣原体中，这一合成途径是不完全的，但是包含了途径中最后一个酶，即色氨酸合酶，以及trpR。 图3. 沙眼衣原体与大肠杆菌trpR操纵基因的对比 对大肠杆菌trp操纵子测序后发现，在第一个基因(trpE)的前面5'端有一个长162 bp的序列，称为前导序列或前导区。当此序列发生部分缺失或突变时所产生的mRNA总是最高水平的，而对trp操纵子的阻遏没有影响，控制这种现象的序列称为弱化子（图3）。它含有一个不依赖于R因子的终止子，是一段富含G/C的回文序列，可以形成发夹结构，因此可在此处终止转录。这表明弱化子实际上是一个转录暂停信号。弱化作用就是通过这样一个位于mRNA前导序列末端的位点控制转录终止来实现的，只有当负责搬运Trp的tRNATrp存在时才会发生这种trp操纵子转录的提早终止。当发生这种弱化作用的时候，RNA聚合酶往往不能通过弱化子序列，而只产生一个140个左右核苷酸的片段，其中包含弱化子序列。 图3. 大肠杆菌色氨酸操纵子mRNA的前导序列 从这一前导区转录物的一级结构可以看到，第27-29位核苷酸构成一个起始密码子AUG，第68-70位核苷酸构成一个终止密码子UGA。这意味着这一段RNA能出一个14肽-前导肽。在这个14 肽中有两个相邻的色氨酸（在大肠杆菌的蛋白质中，色氨酸属于稀有氨基酸，约每100个氨基酸中才有一个），这两个相邻的色氨酸密码子对于mRNA的折叠有着关键的作用，它们决定下游的结构基因是否转录。在前导序列中，还包含有4个能进行核苷酸互补配对的片段（图4），1区能和2区配对、2区能和3区配对、3区能和4区配对，从而使前导序列形成二级结构的构形变化。3区和4区的配对形成转录终止子结构。 图4. 大肠杆菌trp操纵子前导序列中的4个核苷酸互补配对区 在原核生物中，转录和翻译是同时进行的，一旦RNA聚合酶转录出trp mRNA中的前导肽编码区，核糖体便立即翻译该序列。当细胞中存在色氨酸时，就有一定浓度的tRNATrp，核糖体便能顺利通过两个连续的色氨酸密码子而翻译出整个前导肽，直到前导肽终止密码子UGA处停止。此时，核糖体占据了1区和2区，其结果是3区和4区配对，形成转录终止子结构，于是转录在弱化子处终止。当色氨酸不足时，tRNATrp数目有限，核糖体就在两个色氨酸密码子处（1区）停顿，这时由RNA聚合酶转录所产生的2区和3区便可配对，4区则以单链形式存在，不能形成发夹状终止结构，RNA聚合酶便可以越过弱化子，转录至结构基因区，得到完整的mRNA分子。由此可见，弱化作用的调控实质是以翻译手段来控制基因的转录。 同在细菌中一样，在沙眼衣原体血清型D中，较低的色氨酸水平可以降低tRNATrp的浓度，从而使核糖体沿mRNA移动的速度减缓，从而使色氨酸弱化子终止转录的机会降低，进一步上调色氨酸的生物合成途径。 参 考 文 献 1. Rose, J., C. Squires, C. Yanofsky, H. Yang, and G. Zubay. 1973. Regulation of in vitro transcription of the tryptophan operon by purified RNA polymerase in the presence of partially purified repressor and tryptophan. Nat. NewBiol. 245:133–137. 2. Zhang, R. G., A. Joachimiak, C. L. Lawson, R. W. Schevitz, Z. Otwinowski,and P. B. Sigler. 1987. The crystal structure of trp aporepressor at 1.8 Å shows how binding tryptophan enhances DNA affinity. Nature 327:591–597. 3. Taylor, M., and G. Feng. 1991. Relationship between interferon-gamma,indoleamine 2,3-dioxygenase, and tryptophan catabolism. FASEB J. 5:2516–2522. 4. Beatty, W. L., G. I. Byrne, and R. P. Morrison. 1993. Morphologic andantigenic characterization of interferon gamma-mediated persistent Chlamydia trachomatis infection in vitro. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 90:3998–4002. 5. Belland, R. J., D. E. Nelson, D. Virok, D. D. Crane, D. Hogan, D. Sturdevant,W. L. Beatty, and H. D. Caldwell. 2003. Transcriptome analysis of chlamydial growth during IFN-gamma-mediated persistence and reactivation. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 100:15971–15976. 6. Gerard, H. C., L. Kohler, P. J. Branigan, H. Zeidler, H. R. Schumacher, and A. P. Hudson. 1998. Viability and gene expression in Chlamydia trachomatis during persistent infection of cultured human monocytes. Med. Microbiol. Immunol. 187:115–120. 7. Gerard, H. C., B. Krausse-Opatz, Z. Wang, D. Rudy, J. P. Rao, H. Zeidler,H. R. Schumacher, J. A. Whittum-Hudson, L. Kohler, and A. P. Hudson. 2001. Expression of Chlamydia trachomatis genes encoding products required for DNA synthesis and cell division during active versus persistent infection. Mol. Microbiol. 41:731–741. 8. Read, T. D., G. S. A. Myers, R. C. Brunham, W. C. Nelson, I. T. Paulsen, J. Heidelberg, E. Holtzapple, H. Khouri, N. B. Federova, H. A. Carty, L. A. Umayam, D. H. Haft, J. Peterson, M. J. Beanan, O. White, S. L. Salzberg, R.-C. Hsia, G. McClarty, R. G. Rank, P. M. Bavoil, and C. M. Fraser. 2003. Genome sequence of Chlamydophila caviae (Chlamydia psittaci GPIC): ex-amining the role of niche-specific genes in the evolution of the Chlamydiaceae. Nucleic Acids Res. 31:2134–2147. 9. Stephens, R. S., S. Kalman, C. Lammel, J. Fan, R. Marathe, L. Aravind, W. Mitchell, L. Olinger, R. L. Tatusov, Q. Zhao, E. V. Koonin, and R. W. Davis. 1998. Genome sequence of an obligate intracellular pathogen of humans: Chlamydia trachomatis. Science 282:754–759.