黄酒酿造

黄酒酿造 前言 黄酒是我国也是世界上最古老的饮料酒之一。黄酒之所以能延续几千年，流传至今，而且深受人们喜爱，是因为它具有独特风格和很高的营养价值。黄酒含21种氨基酸，其中包括人体必须而又不能合成的8种，是氨基酸含量最全的。营养成分多数是糖、肽、氨基酸等低分子浸出物，极易被人体消化吸收，是一种很好的营养饮料。 黄酒是用糯米、大米、黍米、玉米的谷物为原料，以酒药(小曲)、麦曲或米曲为糖化发酵 我国黄酒生产，地域辽阔，各地酿造的原料不同，糖化发酵剂各有差异，工艺操作各有一套特定的方法，因而品种繁多，形成各自的独特风味。黄酒发酵是在低温下进行的，在这种低温条件下，发酵的全部生成物及其微生物的代谢产物得以保存，从而形成黄酒特有的色、香、味。 我们期待通过完成一次黄酒的酿造过程，了解黄酒酿造的基本技术、掌握关键步骤的操作方法、熟悉理化和卫生指标的检测方法，对现行的方法提出改进建议。 1.实验材料 糯米10Kg(市售) 黄酒药(绍兴某酒厂) 费林甲液 费林乙液 葡萄糖 次甲基蓝 盐酸 甲基红 氢氧化钠 分析天平(0.000 1 g) 分析天平(0.01 g) 电炉(300 W,500 W) 恒温箱 恒温室 天平 培养皿 载玻片 移液管 三角瓶 大试管 小试管 灭菌锅 记号笔 酒精灯 接种环 试管架 量筒 火柴 营养琼脂培养基(NA) 高盐察氏培养基 伊红美蓝琼脂培养基(EMB) 无菌生理盐水 单料乳糖胆盐发酵管 双料乳糖胆盐发酵管 乳糖胆盐发酵管。 2.实验方法 2.1原料处理 2.1.1洗米 糯米用自来水清洗，洗米洗到淋出的水无白浊为度。 2.1.2浸米 在洁净的容器中装好清水，将淘洗好的糯米倾入，水量过米面5~6cm为好，浸泡 时间根据气温不同在18-24小时之间(至米粒中央无白心为宜)。 2.1.3蒸煮 将浸泡好的糯米捞起、沥干，在高压灭菌锅里蒸煮15-20 min。要求饭粒松软、熟 而不糊、内无白心。 2.1.4冷却 蒸煮后的米饭，用冷水进行冲淋冷却，使米饭降温。淋饭流出的的部分温水可重复 淋回饭中，可以保持米饭的品温在30?左右。淋饭后沥去多余的水分，防止拖带 水分过多而不利于酒药中的根霉的生长繁殖。 2.2发酵 2.2.1落缸搭窝 淋饭结束后，进行落缸搭窝。在米饭中拌入酒药粉末30g(5%)，翻拌均匀，并将米饭中央 搭成V形或U形的凹圆窝，在米饭上面再洒些酒药粉。 2.2.2糖化、加曲冲缸 搭窝后及时做好保温工作以进行糖化。经过36-48h糖化以后，饭粒软化，糖液满至酿窝 的4/5高度。此时酿窝已经成熟，向醪液中加入一定量的水进行冲缸，充分搅拌，酒醅由半 固体状态转为液体状态。此时，醪液的pH值在4.0以下。加水量应视醪液的状态而定，使 1 醪液的状态保持在半流体状态为适。 2.2.3发酵、开耙 冲缸之后，酵母大量繁殖并逐步开始旺盛的酒精发酵，使酒醅温度迅速上升，经过8-15h 后，米饭和部分酒曲漂浮于液面上方形成泡盖，泡盖内的温度较高，为了保证酵母的正常生 长繁殖，用木耙进行搅拌，使醪液的温度降低、均一。第一次开耙后每隔3~5h进行第二、 第三、第四次开耙，使醪液的温度控制在26~30?之间。 2.2.4后发酵 主发酵结束后，醪液表面的泡盖消失，米饭逐渐沉入醪液下方。此时，进入后发酵阶段， 将醪液罐入酒坛，在低温下进行后发酵。 2.3发酵后处理 2.3.1压榨 发酵成熟的酒醅用纱布过滤，将酒糟与黄酒分离。 2.3.2澄清 将压榨的酒液静置澄清2~3天，以将生酒中的少量细微悬浮固形物逐渐沉到酒缸底 部。 2.3.4灭菌 将澄清的酒液倒入夹层锅中加热10min，盖上锅盖焖熟15min. 2.3.5贮存 灭菌后的黄酒，趁热装入酒坛中，坛口用橡皮泥密封。装坛后的黄酒进行陈酿。使 其产生黄酒特殊的香气与风味。 2.4发酵条件的控制 2.4.1温度 2.4.1.1投料品温控制 淋饭品温控制在27~30?。发酵醪放入恒温室中，可以保持温度在27?以上。了防止温度过高，必须经常进行监测，若温度过高，可以用冷水浴进行降温。 2.4.1.1主发酵温度控制 主发酵温度通过开耙控制，控制醪液品温的方法是经常进行开耙处理，并补充一定量的水，使酵母活力得到提高。 头耙后的品温控制在22~26?，经过3~4h后，温度升至30~32?;此时开第二耙，耙后品温控制在26~29?，第三、第四耙的品温在30?以下。 2.41.2后发酵温度控制 后发酵温度控制在15度以下，使黄酒产生特殊的风味。 2.4.2发酵时间的控制 前期糖化时间视酒曲中糖化霉的活力而定，一般在两天内糖液可以达到酿窝的4/5; 醪液中米粒沉入底部，可以认为主发酵阶段结束，可以进入后发酵阶段; 后发酵时间为一个月。 2.5各项指标的监测 2.5.1原料淀粉含量测定 采用GB/T 13662-2000蓝埃农法:费林溶液与还原糖共沸，生成氧化亚铜沉淀。以次甲基蓝为指示液，用试样水解液滴定沸腾状态的费林溶液。达到终点时，稍微过量的还原糖将次甲基蓝还原成无色为终点，依据试样水解液的消耗体积，计算总糖含量。 2.5.1.1试剂 a)费林甲液:称取硫酸铜(CuSO?5HO)69.28 g，加水溶解并定容至1000 mL。 42 b)费林乙液:称取酒石酸钾钠 346 g及氢氧化钠 100 g，加水溶解并定容至1000 mL，摇匀，过滤，备用。 2 c)2.5 g,L 葡萄糖溶液:称取经 103?,105?烘干至恒重的无水葡萄糖 2.500 0 g(精确至0.000 1 g)，加水溶解，并加浓盐酸 5 mL，再用水定容至 1000 mL。 d) 10 g,L次甲基蓝指示液:称取次甲基蓝 1.0 g，加水溶解并定容至 100 mL。 e) 6 mol,L盐酸溶液:量取浓盐酸50 mL，加水稀释至 100 mL。 f)1 g,L甲基红指示液:称取甲基红 0.10 g，溶于乙醇并稀释至 100 mL。 g) 200 g,L氢氧化钠溶液:称取氢氧化钠 20 g，用水溶解并稀释至 100 mL。 2.5.1.2 分析步骤 a)标定费林溶液的预滴定:准确吸取费林甲、乙液各 5. 00 mL于 250 mL锥形瓶中，加水 30 mL，混合后置于电炉上加热至沸腾。滴入葡萄糖标准溶液，保持沸腾，待试液蓝色即将消失时，加入次甲基蓝指示液2滴，继续用葡萄糖标准溶液滴定至蓝色消失为终点。记录消耗葡萄糖标准溶液的体积(V)。 b)费林溶液的标定:准确吸取费林甲、乙液各 5.00 mL于 250 mL锥形瓶中，加水 30 mL。混匀后，加入比预滴定体积(V)少 1.00 mL的葡萄糖标准溶液，置于电炉上加热至沸，加入次甲基蓝指示液2滴，保持沸腾 2 min，继续用葡萄糖标准溶液滴定至蓝色刚好消失为终点，并记录消耗葡萄糖标准溶液的总体积(V)。全部滴定操作须在 3 min内完成。费林溶液的浓1 度按式(1)计算: 式中:F——费林甲、乙液各5.00 mL 相当于葡萄糖的质量，g; m——称取葡萄糖的质量，g; V——正式标定时，消耗葡萄糖标准溶液的总体积，mL。 1 c)试样的测定:吸取试样2.00 mL,10.00 mL(控制水解液总糖量为 1 g,L,2 g,L)于500mL容量瓶中，加水50 mL 和盐酸溶液5 mL，在68?,70?水浴中加热 15 min。冷却后，加入甲基红指示液2滴，用氢氧化钠溶液中和至红色消失(近似于中性)。加水定容，摇匀，用滤纸过滤后备用。 测定时，以试样水解液代替葡萄糖标准溶液，操作步骤同2.1.5.2b)。 2.5.1.3 分析结果的表述 试样中总糖含量按式(2)计算: 式中:X——试样中总糖的含量，g,L; F——费林甲、乙液各5.00 mL相当于葡萄糖的质量，g; V——滴定时消耗试样稀释液的体积，mL; 2 计算结果精确至3位有效数字。 2.5.1.4允许差 同一试样的两次滴定结果之差，不得超过0.10 mL。 2.5.2糖度的测定 采用糖度计进行测定 利用折光仪测定黄酒中糖的含量，主要是通过测定黄酒中可溶性固溶物的含量，黄酒中可溶性固形物主要是糖类物质，其在折光仪中有不同的旋光度，通过对其旋光度的测定来确定黄酒中的糖的含量。 3 将折光仪的盖片打开，对载物玻片用纸巾擦拭干净，然后滴加1-2滴果汁，盖上外盖，对准光亮的地区， 即可从目镜中读取读数。 2.5.3酒精度的测定 试样经过蒸馏，用酒精计测定馏出液中酒精的含量。 2.5.3.1 分析步骤 在约 20?时，用容量瓶量取试样 100 mL，全部移入 500 mL蒸馏瓶中。用 100 mL水分次洗涤容量瓶，洗液并入蒸馏瓶中，加数粒玻璃珠。装上冷凝管，通入冷水，用原 100 mL 容量瓶接收馏出液(外加冰浴)。加热蒸馏，直至收集馏出液体积约 95 mL时，停止蒸馏。于水浴中冷却至约 20?，用水定容。摇匀。倒入 100 mL量筒中，测量馏出液的温度与酒精度。按测得的实际温度和酒精度标示值，换算成20?时的酒精度。 2.5.3.2结果 计算结果精确至3位有效数字。 2.5.3.3允许差 同一试样的两次测定结果之差，不得超过0.2,(V,V)。 2.5.4酸度的测定 采用酸碱滴定法，用0.1mol/L的NaOH标准溶液滴定酒液。酸的浓度以乳酸计。 2.5.4.1分析步骤 用氢氧化钠标准溶液滴定，开始时可快速滴加氢氧化钠标准溶液，当滴定至pH等于7.0时，放慢滴定速度，每次加半滴氢氧化钠标准溶液，直至pH等于8.20为终点。记录消耗 0.1 mol,L氢氧化钠标准溶液的体积(V)。 1 2.5.4.2分析结果的表述 试样中总酸含量按式(6)计算: 式中:X——试样中总酸的含量，g,L; V——测定试样时，消耗 0.1 mol,L氢氧化钠标准溶液的体积，mL; 1 V——空白试验时，消耗0.1 mol,L氢氧化钠标准溶液的体积，mL; 3 c——氢氧化钠标准溶液的浓度，mol,L; 0.090——1.00 mL氢氧化钠标准溶液,0.1 mol,L,相当于乳酸的质量，g; V——吸取试样的体积，mL。 计算结果精确至2位有效数字。 2.5.4.3允许差 同一试样两次滴定结果之差，总酸不得超过0.05 mL; 2.6微生物卫生指标的检测 2.6.1实验方法 ?配制培养基并灭菌，准备充足的培养皿、移液管、无菌生理盐水，大、小试管并一起灭菌。 ?配制样品菌悬液，并接种至不同的选择性培养基，恒温培养;大肠菌群在乳糖胆盐中进行 初发酵 ?取产酸产气的乳糖胆盐发酵管接种至伊红美蓝琼脂培养基平板上进行划线分离，放置于恒 温室内培养24h(第三天) ?取EMB培养基中分离出来的菌落接种到乳糖胆盐发酵管进行复发酵，置恒温室内发酵 4 24h，并计数NA中的细菌菌落总数。 ?观察乳糖胆盐发酵管中的产酸产气情况，并记录;计数霉菌和酵母的菌落总数。 ?消毒、灭菌所有培养皿、试管、锥形瓶，并清洗器具。 2.6.2实验步骤 (一) ?事先计算好本实验所需培养皿个数、试管支数、移液管、锥形瓶的数目，培养基的种类和 质量，无菌生理盐水的体积。 ?清洗培养皿20个，移液管10支(三支10ml，7支1ml)，试管30支，(6支大试管、24 支小试管)， 225ml生理盐水和10颗小玻璃珠于一锥形瓶中，7支9ml生理盐水; 称取7.6g营养琼脂，量取200ml水配成NA培养基; 称取伊红美蓝琼脂培养基6g，量取200ml水配成伊红美蓝琼脂培养基; 称取干燥高盐察氏培养基22.8g，量取200ml水配成高盐察氏培养基; 称取14.4g乳糖胆盐并加水200ml配成双倍乳糖胆盐发酵液(200ml)。 ?将包扎好的培养皿、移液管、生理盐水、试管、培养基一起放置于灭菌锅内，在121?下灭菌30min，冷却取出，备用。 (二) -1-1?取1ml样品置于9ml无菌生理盐水中，制成10稀释液，然后取1ml10稀释液置于9ml无菌 -2-3-4-5-6生理盐水中，制成10稀释液，依次制得10、10、10、10共6个稀释度的稀释液。 -5-6?取污水样品中的10、10两个稀释度的稀释液各1ml置于培养皿中，每个稀释度做两个平行，并做空白对照，待NA培养基冷却到46?左右倒平板; -1-2取10、10稀释液各1ml置于平皿中，每个稀释度做2个平行，并做1个空白对照，待高盐察氏培养基冷却到46?左右倒平板;(培养霉菌、酵母菌) -5-6取黄酒10、10稀释液10ml置于双料乳糖发酵管中，做三个平行 -5-6取黄酒10、10稀释液1ml置于单料乳糖发酵管中，做三个平行 ?将霉菌、酵母培养基置于28?恒温箱中培养72h，将细菌、大肠菌群培养基或大试管置于37?分别培养48h、24h。 (三) 取出乳糖胆盐发酵管，样品的发酵管均呈淡紫色且小导管内有气泡，即发酵乳糖产酸产气。将这些发酵管分别在伊红美蓝琼脂培养基(EMB)上划线分离，然后置于37?恒温室内培养24h。 (四) 取出NA培养基，计数菌落总数(菌落分布均匀的培养基，且菌落数较多，可将平板分成1/2、或1/4进行计数)。取出EMB培养基，挑取典型的菌落接种到乳糖胆盐发酵管中进行复发酵，一个平板接种一支试管。 (五) 观察乳糖胆盐发酵管的产气情况，凡乳糖管产气的，即可报告为大肠菌群阳性。取出霉菌、酵母培养基，观察霉菌、酵母菌的菌落形态特征并计数菌落总数(霉菌和酵母菌分别计数)。将所用到的培养基放置灭菌锅内进行灭菌(121?、30min)。清洗培养皿、试管、移液管等仪器，整理并放回原处。 5 检样 稀释 乳糖胆盐发酵管 36?1? 24h?2h 产气 不产气 伊红美蓝琼脂平板 大肠菌群阴性 36?1? 18~24h 革兰氏染色 乳糖胆盐发酵管 报告 36?1? 24h?1h 阴性 阳性 产气 无芽孢杆菌 不产气 大肠菌群阴性 大肠菌群阳性 报告 报告 3.结果与分析 3.1原料特性的测定 项目 淀粉含量，% 吸涨率，% 加水量，L 70.69 37.92 20.29 数值 3.2发酵过程中各项指标的监测 6 次数 总酸(以乳酸计)，g/L 酒精度(20?)，% :Bx总糖 1 6.48 4 13.5 2 7.38 11 9.0 3 8.12 7 7.0 4 7.94 6.5 / 备注:第1次测量为开耙后第2天;第2次测量为开耙后第9天; 第3次测量为开耙后第15天;第4次测量为开耙后30天。 理化指标监测图 总酸 酒精度 糖度 05101520253035 时间(d) 3.3卫生指标 由于黄酒在陈酿阶段发生酸败，产品中微生物数量计数没有意义。 4.结论与讨论 4.1淀粉含量测定 淀粉含量测定过程中，由于斐林试剂配制时间过长及滴定终点判断失误，导致淀粉含量测定结果偏低，另外于糯米质量本身存在淀粉含量偏低的问题，达不到黄酒制作的要求。 4.2各项理化指标的监测 4.2.1总糖含量监测 米饭在糖化酶的糖化作用下，醪液的含糖量迅速提高。糖化结束后，其总糖含量达到 :Bx13.5;酵母在糖液中进行酒精发酵，产生酒精和CO,糖液浓度下降。主发酵结束后，醪液2 :Bx的含糖量降至7.0，此时酵母菌的活力下降。 酒精的存在会对密度及折光率的测定有影响,从而导致酒度会对手持糖度计所测糖度有干扰，1度酒度会使手持糖度计所测糖度增加0.13 度左右(吴继军,肖更生;2001)。 由于实验中相关监测不够及时，导致最终黄酒酸败，从而最终含糖量无法测得。 4.2.2总酸含量监测 黄酒发酵属于开放式发酵，即不进行灭菌操作，曲、水等各种用具中都可能引入杂菌。由于醪液处于较低的pH值，主要引起酸败的是乳酸菌等耐酸性的微生物。 从监测结果来看，黄酒中的总酸含量在前期增长较快，后期由于在陈酿过程中，酒精与酸发生酯化反应，使酸的浓度下降。 从产品来看，黄酒陈酿后，酒表面形成一层白色的菌膜，推测引起黄酒酸败的细菌为纹膜醋酸菌(Acetobacter aceti)，该菌能氧化乙醇为乙酸，从而引起黄酒酸败。 4.2.3酒精度的监测 黄酒生产中酒精度是最重要的一项监测指标。糖化阶段结束以后，酵母菌利用糖化酶产生的 7 糖液大量生长繁殖，并进行酒精发酵，产生酒精和CO，此时酒精浓度迅速上升，经过主发酵阶2 段，酒精浓度可以达到11%(V/V)。在黄酒灭菌(煎酒)过程中，由于液体加热，使酒精挥发，使酒精含量下降到7%(V/V)。另外，后期陈酿过程中，由于酒精与酸发生酯化反应，引起酒精含量的降低。 4.3影响黄酒品质的因素 黄酒在生产过程中的影响因素很多，主要有发酵温度和发酵时间。 根据实验结果得出:黄酒的发酵温度前期糖化温度控制在26?(?0.5?);后期主发酵温度控制在28~30?;头耙品温是影响黄酒品质的关键，头耙温度应控制在32?以下，否则酵母的活力受到抑制，产生“烧曲”现象。 糖化发酵时间视酒母的糖化能力而定，一般糖化液到达酿窝的4/5时，就可以冲缸进行主发酵;主发酵时间一般为5~7天，主发酵阶段结束的标志是，醪液中的米粒逐渐沉如容器底部;后发酵时间较长，是黄酒形成特殊风味的阶段。 在煎酒过程中，由于酒精挥发，使得产品的酒精度有所降低，从而影响了产品的品质，使黄酒的质量下降。 5.体会与建议 5.1理论是死的，实践动真格 理论是死的是因为它是静止的，它是一些特定因素下的产物。而实践是一个动态的过程，环境不同，实验的结果便会不同。 在本次实验过程中，我们发现参考书上的理论并不能完全代替我们的实践。比如，糯米的发酵时间，参考书都写得是一个月左右，但这都是传统黄酒冬天酿造的时间，而在五月份我们不能照搬它的方法，实验温度不同，发酵时间也会不同。 所以，我们只能参考一些文献，调整方法，以实践来把握实验，这才是大实验真正考查我们能力的地方。 5.2单打独斗不可靠，teamwork很重要 任何团体只有团结协作才能成功。明晰小组各成员的分工和协作是实验顺利进行的保证。此次发酵大实验我们组各成员各司其职，大大提高了效率，也增长了士气。 所以我们很早就完成了实验的主体部分，时间大大的提前于其他制作黄酒的小组。在一种和谐的气氛下完成实验，其意义已远非如此，它给我们一个讯号，以后无论是科研还是工作，团结合作都是至关重要的。 5.3整个实验要规划，各个步骤要细化 所谓大实验就是许多简单的小实验的组合，当然不是简单的加和，这正是大实验的难度所在。 首先，我们必须知道要做哪些小实验--实验规划;其次我们还要考虑衔接的问题和各个小实验的具体步骤和仪器、器材。 我们觉得最关键的是衔接的问题，这要求实验者对实验有具有一个宏观的把握和预先判断能力。我们只有在一次次大实验中培养这种能力。 6.小组成员及成绩 8 参考文献 [1]何国庆( 食品发酵与酿造工艺学(北京:中国农业出版社;2003:191，192，195，196 [2]王阿牛、成淑芝( 黄酒的风味与营养价值(食品机械与设备;1994(2):16-17 [3]王卫国、张广林等( 糖化酶在黄酒酿造中的应用探讨(周口师专学报;1996(3)，第13卷， 第1期:43-45 黄酒速酿法(酿酒科技;1996(1):80 [4]郭云典( [5]傅金泉( 黄酒杂谈(酿酒科技;1996(3):69 [6]吴继军、肖更生等( 酒精度对糖度测定的影响及其应用(酿酒;2001(11)，第28卷，第6 期 致谢 9