小鼠尾静脉注射操作要点

小鼠尾静脉注射操作要点 2010 年第06 期(下) 在医学研究中，小鼠常常被选为实验对象，进行药理、毒 理实验、肿瘤实验及各种急、慢性实验。小鼠目前的给药方式 有灌胃给药，腹腔注射，皮下注射，尾静脉注射等[1] 。尾静脉注 射是一项重要的给药，由于小鼠尾静脉较细，尾静脉难度 大，在学生实验中的广泛应用受到了限制。为此，笔者把实践 过程中得出了一些经验介绍如下，以供大家交流。 1.器材与方法 器材:1ml 一次性注射器，棉球，纱布，毛巾或面纱手套 方法简介:将小鼠固定在小鼠固定器中，使其尾巴露出。 用手指压迫尾根部的两侧片刻， 一手食指从下面托起尾尖部, 与拇指捏住并微微转动,使左或右侧的静脉向上，一手持4 号 或4.5 号针头注射器，在距尾尖1 , 2 或1 , 3 处进针。一次注射 量为0.05~0.1 ml/10 g 体重。注射完后拔出针尖，把尾部向注射 侧弯曲或以棉球压迫止血[2]。 2.小鼠尾静脉注射的体会 2.1 实验开始之时， 应注意检查小鼠固定器是否完好，注 射针头是否变钝，否则应注意更换，以免由于实验器材的问题 造成不必要的困扰，影响实验的进度。 2.2 小鼠尾部的血运十分丰富，在其背、腹及左右两侧有 数条动静脉伴行的血管丛。其中背、腹各一根的动脉与左右各 一根的静脉最为明显。动脉的位置相对较深且管腔相对较小， 不容易刺入，因此常常选择两侧的静脉，且两侧的静脉较容易 固定，它的直径平均小于0.6 ?0 .5 mm，但当遇到热水,7 5 , 酒精， 或远红外线的烘烤时， 尾静脉呈明显扩张， 平均为0.9 ? 0 .7 mm[3]。 2.3 压迫尾根部使血管充盈，此外，使用40 " C 左右的热 水浸泡鼠尾l 0~2 0 s 或使用75 , 酒精棉球强檫，软化角质， 还可以灯泡靠近鼠尾烤均可以使血管更加充盈、清晰。[4] 局部 还可以使用血管扩张药如硝酸甘油[5]。用热水浸泡鼠尾时，注 意水温不要太高，以免烫伤鼠尾，甚至引起脱皮。 2.4 在实验过程中，注射器中含有少量气泡便可使小鼠出 现呼吸急促，四肢抽搐，然后倒地死亡。所以，在进针前应排尽 注射器中的空气，以免空气从静脉进入血液循环，形成空气栓 塞，造成小鼠的死亡。 2.5 进针时， 针尖须斜面朝上， 以针头与鼠尾小于15"的 夹角穿入小鼠尾部皮下静脉后， 再以近乎平行的角度缓慢进 针。进入后， 针尖稍微上挑， 刺入已经充盈的尾静脉内3~5 mm。保持针头刺入点、血管、注射器成一条直线。刺入后肉眼可 以看到血管内的针管，先缓注少量药液，若针头前进及推药均 通畅，无阻力，且见液体沿静脉走向流动，则说明针头已经准 确插入静脉内，示针头已进入静脉，可继续注入。若推药有 阻力甚至针头处出现白隆起、色的皮丘，则表明未刺入血管， 应重新向尾巴根部移动注射。 2.6 进针推药时，因为小鼠尾静脉的血管壁较薄，应保持 针管的相对平稳，以免针尖晃动，戳破血管，造成穿刺的失败。 一般推药时速度要缓慢，推药要均匀，其速度不宜过快，以免 造成小鼠血容量在短时间内的急剧上升， 造成充血性心力衰 竭。 2.7 注射时还发现有些小鼠的敏感性较高, 即使在轻微刺 激下,全身肌肉处于紧张状态,尾巴强直,或是小鼠受到刺激后， 烦躁不安，尖叫、乱动，致使穿刺不易成功。此时，应稍等片刻, 待动物安静后再行穿刺。 2.8 穿刺尾静脉时要用一份平和的心态。穿刺成功了，不 骄傲，尽量感受穿刺成功时的那种手感，同时总结出自己的一 套成功的方法;失败了，不气馁，不浮躁，继续静下心来练习， 相信天道酬勤。 2.9 抓住一切可能的机会练习尾静脉。如在上实验课时， 对完成教学任务的小鼠不要立即处死，可以充分的将其利用， 来进行穿刺尾静脉练习。同时，在练习时，最好能两到三人组 成一个小组，相互交流经验，相互学习，共同进步。小鼠尾静脉 的穿刺是一个熟能生巧的过程。平时多加强练习，定能有所收 获。 参考文献】 【 [1]梁月琴,杨波.大鼠、小鼠给药及采血的几点体会[J].山西医科大学学 报，2000,31(1):92-93. [2]徐叔云,卞如濂,陈修.药理实验方法学.第2 版[M].北京:人民卫生出 版社, 1991:156. [3]杨春练，方青枝(小.鼠尾静脉作为新护士静脉穿刺训练模[J](医药世 界，2005, (5):69-70. [4]叶明霞,孔利佳,许迪,等.浅谈大小鼠尾静脉注射之经验体会[J].中华 临床医学杂志，2008;9(12):58-59. [5]蒋兰兰，冯俊涛，罗百灵，等.硝酸甘油干预法对小鼠尾脉穿刺效果 影响[J].中国医学工程，2004，12(4):9 2. ? 小鼠尾静脉注射的几点体会 蔡陈之1 陈凯琳2 (1.中南大学土木建筑学院湖南长沙410000 ; 2.兰州大学第二临床医学院甘肃兰州730000) 【摘要】小鼠尾静脉注射是药理，毒理实验中常用的注射方法，也是医学学生必备的技能之一，本文主要总结了医学本 科 生小鼠尾静脉注射实验中的几点体会。 【关键词】小鼠尾静脉注射;体会 【Abstract】Intravenous injection in mice is a commonly used injection method in Pharmacology experiments and experimental Toxicology. And this is a necessary skill of medical students This article mainly summarizes the experiences of the medical undergraduate in mice intravenous injection. 【Keywords】Mice intravenous injection ; Experiences 作者简介:蔡陈之(1989—)，男，湖南益阳人，中南大学土木建筑学院本科在读。陈凯琳(1989—)，女，湖南安化人，兰州大学第二临床医学院本科在读。 ?高教论述? 41 小鼠尾静脉注射是药理、毒理实验中常用的注射方法，有些实验注射时速快、准确。我们在长期的动物实验技能操作中，总结出一种新的小鼠尾静脉注射方法，具体方法介绍如下。 1 器材 1ml一次性注射器，棉球、纱布、毛巾或棉纱手套。 2 方法 2.1 固定 小鼠尾部血管在背、腹侧及左右两侧均有集中分布，每侧均由数对伴行的动、静脉组成的血管丛。在这些血管中有4根十分明显:背腹各有一根动脉，两侧各有一根静脉。两侧尾静脉比较容易固定。将小鼠置于实验台上，操作(甲)左手(戴棉纱手套，也可用毛巾或几层纱布盖住小鼠背部及头部)轻轻按住动物头部及身体，使其露出尾巴。拇指及食指捏住小鼠尾巴根部，注意避开血管。右手大拇指及食指挤压小鼠尾巴根部静脉并往尾巴尖部推，同时将尾部向左或向右拧约90?，使一侧尾静脉充盈朝上。操作(乙)左手朝上，食指及中指置小鼠尾巴尾部，用拇指和食指控制小鼠尾巴角度，使其尾巴尖部朝下(图1)。左手食指及中指靠在实验台(桌)边缘，使小鼠尾巴与实验台保持平行。 2.2 进针 (乙)右手持1ml注射器(4号针头)，使针头与静脉平行(小于15?)，从尾下1/4处(约距尾尖2cm)进针，于小鼠尾巴拐弯处平行刺入已经充盈的尾静脉内3~5mm。注射器外套置于拇指及中指交叉处，并调整好位置，保持针头刺入点、血管、注射器成一条直线(图2)。 2.3 注射 (乙)松开注射器，食指及中指夹住注射器外套，拇指推注射器按手，并将药液按一定速度推入(图3)，同时(甲)松开挤压的血管。刺入后先缓注少量药液，如无阻力，表示针头已进入静脉，可继续注入。注射时若出现隆起的白色皮丘，说明针头未注入血管，应重新向尾巴根部移动注射。 这种注射方法准确率高、速度快，1h可以完成注射约100~150只。注射完毕后用棉球按压止血。一次注射量小鼠为0.1~0.2ml/10g体重。如需反复注射，应尽可能从小鼠尾巴末端开始，以后向尾巴根部方向移动注射。 3 体会